发布时间 : 星期四 文章酵母双杂交实验流程更新完毕开始阅读8a8cc9de00f69e3143323968011ca300a7c3f66b
模块七 蛋白质之间的相互作用
1. 实验目的
本实验以重组质粒和酵母细胞为材料，学习检测蛋白质相互作用的基本原理和技术方法。主要介绍酵母双杂交的基本原理与操作技术；让学生了解和掌握酵母双杂交系统的应用；掌握酵母感受态的制备的基本原理和主要的操作步骤。 2. 实验原理
1989年Fields和Song等人根据当时人们对真核生物转录起始过程调控的认识（即细胞内基因转录的起始需要转录激活因子的参与），提出并建立了酵母双杂交系统。该系统作为发现和研究活细胞体内的蛋白质与蛋白质之间的相互作用的技术平台，近几年得到了广泛的运用和发展。
相比于其它蛋白质筛选系统，酵母双杂交系统具有以下优点：（1）检测在真核活细胞内进行，在一定程度上代表细胞内的真实情况。（2）作用信号是在融合基因表达后，在细胞内重建转录因子的作用而给出的，省去了纯化蛋白质的繁琐步骤。（3）检测结果是基因表达产物的积累效应，因而可检测存在于蛋白质之间的微弱或暂时的相互作用。（4）酵母双杂交系统可采用不同组织、器官、细胞类型和分化时期材料构建cDNA 文库，能分析细胞质、细胞核及膜结合蛋白等多种不同亚细胞部位及功能蛋白。（5） 通过mRNA 产生多种稳定的酶使信号放大。同时，酵母表型、X-Gal 及HIS3 蛋白表达等检测方法均很敏感。
酵母双杂交系统也具有一定的局限性。首先，经典的双杂交系统分析蛋白间的相互作用定位于细胞核内，因而限制了该系统对某些细胞外蛋白和细胞膜受体蛋白的研究。酵母双杂交系统的另一个局限性是“假阳性”。在酵母双杂交系统建立的初期阶段，由于仅仅采用?-半乳糖苷酶这一单一的报告基因体系，这种报告基因的表达往往不能十分严谨地被控制，因此容易产生假阳性。由于某些蛋白本身具有激活转录的功能或在酵母中表达时发挥转录激活作用，使DNA 结合结构域融合蛋白在无特异激活结构域的情况下也可被激活转录。另外某些蛋白表面含有对多种蛋白质的低亲和力区域，能与其他蛋白形成稳定的复合物，从而引起报告基因的表达，产生“假阳性”结果。产生“假阴性”结果的原因可能有许多蛋白质间的相互作用依赖于翻译后加工如糖基化、磷酸化和二硫键形成，还有些蛋白的正确折叠和功能有赖于某些非酵母蛋白的辅助等。
现在的酵母双杂交系统大都采用多种报告基因，如AH109酵母株含有三类报告基因—ADE2、HIS3、MEL1/lacZ，这三类报告基因受控于三种完全不同、异源性的GAL4-反应元件和三类启动子元件-GAL1、GAL2以及MEL1（如图6-1-1）。通过这种方法就消除了两类最主要的假阳性，一类是融合蛋白可以直接与GAL4结合位点结合或者是在结合位点附近结合所带来的假阳性；另一类是融合蛋白和某种转录因子结合后再结合到特定的TATA盒上所带来的假阳性。ADE2一种报告基因就已经能够提供较强的营养选择压力，这时选择性地使用HIS3报告基因，一来可以降低假阳性率；二来可以控制筛选的严格性（如果需要筛选与诱饵蛋白具有较强结合的蛋白，就可以同时使用ADE2、HIS3两种报告基因；如果只需要筛选与诱饵蛋白具有中等强度或较弱结合的蛋白，就可以使用ADE2或HIS3两者中的一种）。MEL1和lacZ分别编码?-半乳糖苷酶和?-半乳糖苷酶，可以作用于相应的底物X-?-Gal
和X-?-Gal使酵母变蓝。其中，?-半乳糖苷酶是外分泌酶，在酵母表面就能直接检测到；?-半乳糖苷酶是内分泌酶，需要将酵母破碎后才能检测到。用蓝斑显示酵母细胞内两个蛋白的相互作用的方法不仅具有较高的敏感性，而且蓝斑的深浅还可以反映两个蛋白相互作用的强弱。
随着酵母双杂交系统的广泛应用，这一系统得到了不断的完善及改进，除了经典的双杂交系统以外，同时也衍生出单杂交系统、三杂交系统、反向酵母双杂交系统、hSos/Ras募集系统（hSos/Ras recruitment systems）、泛素分裂系统（Split-ubiquitin systems）、双诱饵系统（Dual-bait systems）等一系列相关系统，根据这些系统的不同特点，可以分别应用于蛋白质与DNA、RNA的相互作用、蛋白质复合体之间的相互作用、膜蛋白质之间的相互作用、筛选阻断蛋白间相互作用的药物等一系列领域，对经典的酵母双杂交系统起到了很好的补充，并有力地推动了酵母双杂交系统的发展与应用。
酵母双杂交系统的原理是利用转录激活因子在结构上是组件式的，即这些因子往往由两个或两个以上相互独立的结构域构成，其中有DNA结合结构域（DNA binding domain, DB）和转录激活结构域（activation domain, AD），它们是转录激活因子发挥功能所必需的。单独的DB虽然能和启动子结合，但是不能激活转录。而不同转录激活因子的DB和AD形成的杂合蛋白仍然具有正常的激活转录的功能。根据转录因子的这一特性，将BD 与已知的诱饵蛋白质X 融合，构建出BD-X质粒载体；将AD 基因与cDNA 文库，基因片段或基因突变体（以Y表） 融合，构建AD-Y质粒载体。两个穿梭质粒载体共转化至酵母体内表达。蛋白质X 和Y的相互作用导致了BD与AD在空间上的接近，从而激活UAS 下游启动子调节的酵母菌株特定报告基因（如LacZ，HIS3，LEU2）等 的表达（图6-1-2），使转化体由于HIS3 或LEU2 表达，而可在特定的缺陷培养基上生长，同时因LacZ 表达而在X-?-Gal 存在下显蓝色。
3. 实验仪器
微量取液器（2 μL；20 μL；200 μL；1,000 μL）、低温离心机、台式离心机、琼脂糖凝胶电泳系统、蛋白凝胶电泳系统、凝胶成像系统、半干转移系统、恒温摇床、恒温孵箱、通风橱、制冰机、振荡器、恒温金属浴、无菌接种环、10 cm培养皿、15 cm培养皿。 4. 实验试剂
（1）裂解缓冲液（Cracking buffer）： 尿素 SDS
Tris-HCl（pH 6.8）
8 mol/L 5 % 40 mmol/L DBD UAS 酵母双杂交原理示意图
Bait Prey X Y AD RNA Polymerase Expression Reporter gene EDTA 溴酚蓝
0.1 mmol/L 0.4 mg/ml
（2）各种基础培养基和营养缺陷培养基：minimal SD base，minimal SD agar base，YPD medium，YPD
agar medium，-Leu DO supplement，-Trp DO supplement，-Leu/-Trp DO supplement，-Leu/-Trp/-His DO supplement，-Leu/-Trp/-His/-Ade DO supplement，腺苷酸（adenine），PEG8000，Carring DNA，二甲基亚砜（dimethyl sulfoxide, DMSO），TE/LiAC buffur，PEG/LiAC，X-?-gal或X-?-gal。 （3）酵母质粒提取试剂盒，LB培养基，羧苄青霉素和卡那霉素。 （4）蛋白标准。 （5）Z-buffer（pH7.0）：
Na2HPO4?7H2O NaH2PO4?H2O KCI
MgSO4?7H2O
（6）Z-buffer/X-?-Gal液体： Z-buffer ?-巯基乙醇 X-?-Gal储存液 5. 实验方法
酵母的复苏与表型验证：
（1）复苏前1~2 天，配制YPDA 琼脂并于高压消毒后倒板。
（2）用无菌接菌环在酵母冻存管中挑取一小团酵母细胞，接种到YPDA 琼脂板上。 （3）30 ℃倒置孵育3~5天。
（4）待酵母长到直径2~3 mm后，将其接种到不同营养缺陷型培养基上进行表型验证。 质粒转化酵母细胞（常规转化）：
（1）挑取一直径约2~3 mm的酵母克隆接种到0.5 ml YPDA培养基中。 （2）剧烈震荡使细胞凝块均匀分散。
（3）将细胞转移到含有新鲜YPDA培养基的锥形瓶中。
（4）30℃，250 rpm，振荡孵育16~18 hr，直到稳定期（OD 600>1.5）。
（5）将过夜培养物转移到含有新鲜YPDA培养基的椎形瓶中，进一步扩增酵母细胞。 （6）30 ℃，230~270 rpm，振荡孵育使OD600达到0.5 ? 0.1（一般需要3 hr） （7）将细胞转移到数个50 mL离心管中，转速1 000 g，室温离心5 min。
100 ml 0.27 ml 1.67 ml
16.1 g/L 5.5 g/L 0.75 g/L 0.246 g/L
（8）弃去上清，加入25~50 mL消毒H2O，振荡重悬、清洗并收集细胞。 （9）转速1 000 g，室温离心5 min，弃上清
（10）加入1 mL新鲜配置的无菌的1Х TE / LiAC重悬细胞。
（11）准备1.5 mL无菌EP管，在每个管中加入需要转染的质粒以及担体（carrier）DNA。
质粒DNA carrier DNA
小量转化 0.1 ?g 0.1 mg
大量转化 20~200 ?g 2 mg
（12）加入经1Х TE/LiAC重悬的感受态细胞，轻柔混匀。
（13）每个管中加入适量体积的1?PEG/LiAC，高速震荡混匀。 （14）30 ℃，200 rpm，振荡孵育0.5 hr。
（15）加入适量体积的DMSO，温和颠倒混匀，不要振荡。
（16）42 ℃水浴热休克15 min，对于大量转化，应经常摇动以混匀。 （17）置于冰上5~10 min，室温12,000 ? g离心细胞5 sec。 （18）移去上清，根据铺的板数加入适量体积的1?TE重悬细胞。 （19）铺板，倒置平板于30 ℃孵育直到克隆出现。
转化酵母菌结果 质粒DNA Carrier DNA 感受态细胞 *7 每管中加入感受态细胞的体积根据酵母细胞的数量以及铺板的大小而定，通常小量转化每管加入100 ?L 的感受态细胞；大量转化每管加入1 mL 的感受态细胞。如果长出来以后克隆太密则可适量减少每管中加入的感受态细胞的体积；反之则可适当增加感受态细胞的体积。
检测目的蛋白在酵母细胞中的表达：
（1）挑取一直径约2 mm、含有目的蛋白基因片段的BD/X新鲜酵母克隆于5 mL 相应营养缺陷液体
培养基中，30 ℃、230 rpm振荡孵育16 hr。
（2）将过夜培养物在50 mL YPDA培养基中扩大培养，30 ℃，220~250 rpm，使OD600值达到0.4~0.6。 （3）1,000 ? g离心5 min，弃上清。
（4）加入30 mL H2O，重悬细胞。1,000 ? g，离心5 min，弃上清，加入液氮速冻沉淀。
（5）待液氮挥发完全以后，按照100 ?L/7.5 OD600的比例加入cracking buffer重悬细胞并移入到一个