发布时间 : 星期日 文章2015 动物实验基本操作更新完毕开始阅读bd5299e4d35abe23482fb4daa58da0116d171f5f
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识）
【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。
【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。 【实验器材和药品】
器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦 【实验步骤】 一、小鼠的捉拿
1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿
4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。 三、性别判定
小鼠、大鼠性别判定
（1）幼鼠 外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。 （2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。 四、动物的标记
小鼠的短期标记法： 苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号 【注意事项】
1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。 2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。
3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。 4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。 【思考题】
1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？
动物实验基本操作二（给药途径、采血）
【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、采血实验顺利进行，要掌握根据不同的情况进行动物给药以及采血的正确方法。 【实验对象】SD大鼠（180-250g），KM小鼠（18-22g），雌雄各半。 【实验器材和药品】
器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、长钉、细绳、防护手套,灌胃针，注射器（1ml,5ml）、棉球，剪毛剪、手术剪、手术刀、采血管、弯头镊子
药品：生理盐水、75％酒精棉球，一次性采血管，一次性EP管 【实验步骤】 一、给药途径
1、大、小鼠的灌胃法 用左手固定鼠，右手持灌胃器(安好灌胃针并已吸好药物)，将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔，压迫鼠的头部，使口腔和食管成一直线，轻轻转动针头刺激鼠的吞咽，将灌胃针沿咽后
壁慢慢插入食管，如果动物挣扎厉害，退出灌胃针，待动物安静下来，重新插入。
灌胃针前端达到膈肌水平，即可慢慢推灌药液，如很通畅，则说明已进入胃内。如不通畅，且动物挣扎厉害，须拔出重新操作。
2、皮下注射 左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，将注射针刺入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液，缓慢拔出注射针，稍微用手指压片刻针刺部位，以防药物外漏。
3、肌肉注射 选用肌肉发达，无大血管经过的部位，如臀部或股部。（肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射）
4、腹腔注射 A、左手抓取并固定好动物，将腹部朝上。B、右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置，从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3-5mm。C、再使针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时，有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无肠液、尿液，便可缓缓推入药液。
5、静脉注射（尾静脉注射） A、大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前，先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替).B、拔去尾部静脉走向的毛，用75％酒精棉球反复擦拭鼠尾，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质的目的。C、尽量从静脉的远心端刺入血管，回一下血，将药液缓慢注入。D、注射完毕，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。
二、采血
1、心脏采血 将动物仰卧固定在鼠板上，剪去胸前区部位的被毛，消毒。在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手持注射器选择心搏最强处穿刺。当针穿刺入心脏时，血液由于心脏搏动的力量自动进入注射器。如不需保留动物存活时，也可麻醉后切开动物胸膛，直接用注射器刺入心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
2、摘眼球采血 用左手抓住动物颈部皮肤，并将动物轻压在实验台上，稍微侧卧，左手拇指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，使动物眼球突出并充血，用弯头镊子迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
3、眶静脉丛（窦）采血 将动物麻醉，采用侧眼向上固定体位，用左手拇指和食指从背部较紧地握住大（小）鼠颈部。取血时，左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，是头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，眶静脉丛充血。 【注意事项】
1、掌握方法，胆大心细，做好防护。
2、常用灌胃量：小鼠：0.2～1ml, 大鼠1～4ml
3、摘取眼球采血法一般可取约为小鼠体重4-5%的血液量。 【思考题】
1.如何熟练掌握大小鼠的给药途径和采血方法？ 动物实验基本操作三（安乐死）
【实验目的】在科学应用和教学实验中，因实验终结、研究所需提供血液或其他组织脏器、不适合繁殖或者是当动物的疼痛与窘迫程度超过预期等情况下，需
要我们以人道的方式使动物死亡，使动物在最低程度的疼痛、恐惧，并在最短的时间内失去知觉和痛觉。
【实验对象】KM小鼠，雌雄各半，体重18-22g。 【实验器材和药品】
器材：鼠笼、大小鼠固定器、注射器（1ml）、棉球，剪毛剪、手术剪、手术刀、采血管、弯头镊子、烧杯100ml、方木板
药品：吸入性麻醉剂、注射型麻醉剂、75％酒精棉球 【实验步骤】
1、 颈椎脱臼法 用拇指和食指用力往下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾（鼠尾根部），用力往后上方一拉，使颈椎脱臼，造成脊髓与脑髓断离，动物立即死亡。
2、放血法 麻醉动物后，将动物股、颈动脉、静脉全切断，血液立即喷出；用一块湿纱布不断擦去股动脉切周围处的血液和血凝块，同时不断的用自来水冲洗流血，使股动脉切口处保持畅通，动物3～5分钟内即可致死。 3、药物致死法
A、药物吸入 药物吸入是将有毒气体或挥发性麻醉剂，被动物经呼吸道吸入体内而致死，将KM小鼠放入含有乙醚的密封烧杯中，3-5分钟后可死亡
B、药物注射 将药物（腹腔注射硫酸镁）通过注射的方式注入动物体内，使动物死亡 【注意事项】
1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护、克服心理紧张等因素 【思考题】
1.安乐死的意义是什么？
实验二 家兔的气管及动脉插管
实验目的
1.学习捉拿家兔的正确方法和固定。 2.掌握常用手术器械的正确使用方法。
3.学习动物实验的基本操作技术，包括麻醉、切口与止血、气管插管术、颈动脉插管术
实验对象 健康家兔,雌雄均可,体重2.0～2.5Kg 实验内容
1.家兔的捉拿、麻醉与固定
2.颈总动脉、神经等的分离技术 3.气管插管 4.动脉插管
器材与药品 器材：
兔手术台、哺乳类动物手术器械一套、三通、动脉夹、动脉插管、气管插管、纱布、棉线、注射器、绑腿带、污物杯。
20%氨基甲酸乙酯溶液(乌拉坦，4-5ml/kg体重，麻醉用)
步骤和方法
一、家兔的捉拿与称重
1、家兔的捉拿：右手抓住家兔颈背部皮肤，轻轻将家兔提起，迅速以左手托住其臀部，使家兔体重主要落左掌心上，以免损伤动物颈部。 注意点：
家兔一般不咬人，但脚爪锐利，在挣扎易抓伤捕捉者，所以捕捉时要特别注意其四肢。
2、家兔的称重： 将家兔放在婴儿秤上，待家兔安静的时候观察体重并记录。 注意点：
(1)调零
(2)切勿使劲按压称面 二、家兔的麻醉 1、麻醉药的注射 如图1：
助手的一侧上肢弯曲与同侧的躯干夹住家兔的后半部位，同时该侧的手托住家兔的腹部，另一只向上抓住家兔的颈背部，充分暴露耳背外缘耳缘静脉。实验者的左食指、中指轻夹耳根部使静脉充盈，从远心端以30℃角度进针刺入静脉后顺血管平行方向深入1cm，左手拇指、食指在刺入部位将针头与兔耳固定，即可注入麻
醉药。
2、麻醉效果判定：可以通过观察动物呼吸平稳深慢、角膜反射迟钝或消失、肢体肌肉松弛、皮肤夹捏反射消失四方面来判定是否达到理想的麻醉效果 三、家兔的气管与动脉插管
1、仰卧固定：头部用一根粗棉线拉住兔的两只门齿后栓在兔板的铁柱或固定于钩上。两前肢平直放在胸腰部两侧,用粗棉绳的一端缚扎腕关节以上部位,缚绳从背后左右交叉穿过,压在对侧前肢的前臂上,再紧扎于兔板两侧的木钩上,两后肢左右分开, 缚绳扎踝关节以上部位,另一端分别固定于兔板后两侧的木钩上，如下图2。
2、气管插管操作要点
1）用手术刀时，先用手或器械使两侧组织牵拉紧张情况下，以刀刃作垂直的轻巧的切开，不要作刮削的动作。 2）气管插管术操作要点（）：
①颈部正中切开皮肤，钝性分离暴露气管、穿线备用。
②于气管中段第三或第四软骨环上向头端作一纵向倒“T”形切口。 ③将气管导管由切口向胸部方向插入气管腔内。
④在气管软骨环之间进行结扎，并将棉线固定于插管分叉处。 3、动脉插管操作要点
①于气管一侧小心分离颈总动脉约3cm穿两线备用。 ②远心端结扎、近心端用动脉夹夹紧。
③用眼科剪与血管呈45℃的角度从远心端开始在向心一侧剪开管壁的1/3。 ④插管前导管和压力换能器的肝素化。 ⑤插管后结扎固定。 注意事项 1、麻醉动物时,注射速度先快后慢, 边注射边观察动物麻醉指征。如麻醉过浅, 动物挣扎时可适量追加麻醉药, 切忌麻醉过深引起家兔死亡； 2、手术过程中操作应轻柔,尽量避免不必要的损伤和出血； 3、手术时, 切开颈部皮肤后, 尽量钝性分离, 以免损伤血管； 4、气管插管前，应注意止血，并将气管分泌物清理干净；
5、动脉导管的插入端要光滑，不能过尖，以防刺破动脉壁，引起大出血。 6、未扎紧动脉插管前不要松动动脉夹。
实验三、实验性肺水肿
【实验原理与目的】肺水肿是临床上常见的危重症之一，肺水肿是指过多的液体积聚在肺间质或溢入肺泡腔内的病理状态。当肺毛细血管流体静脉压增高、血浆胶体渗透压降低，肺微细管壁通透性增高、肺淋巴回流障碍等因素的某个或多个同时或相继作用，一般水肿液先在组织间隙中积聚，形成间质性肺水肿，然后发展为肺泡性肺水肿。肺水肿发生后，可引起气体弥散障碍以及肺泡通气与血流比例失调（如果气道内存在水肿液，还会引起通气障碍），最终导致呼吸功能不全。大剂量肾上腺素可引起机体血液重新分布，外周血管广泛收缩，血液由体循环急速转移到肺循环，使左心房压力和肺毛细血管有效滤过压增高，液体流入肺间质增多而出现肺水肿。
本实验的目的是用大剂量肾上腺素复制肺水肿模型，观察急性肺水肿的表现，分析发病机理。 【实验对象】SD大鼠，雌雄不限，体重180-250g。 【实验器材和药品】
器材：弹簧磅秤，电子天平，手术器械1套，2ml,5ml注射器，听诊器1具，滤纸。
药品：生理盐水，0.1%盐酸肾上腺素注射液，20%氨基甲酸乙酯溶液(乌拉坦，4-5ml/kg体重，麻醉用)。
【实验步骤和观察指标】
1.取180-250g左右体重相近的大鼠两只，做好标记（甲鼠、乙鼠），称重，观察动物的一般情况、呼吸和肤色。
2.甲鼠腹腔注射0.1%盐酸肾上腺素注射液1.5~2ml；乙鼠腹腔注射同体积生理盐水。观察动物变化如活动情况、呼吸、肤色并做肺部听诊肺呼吸音，注意口鼻有无泡沫液体流出。如动物死亡，记录时间；若注射药物20min后动物未死亡，可按0.3%戊巴比妥钠溶液1ml/100g腹腔注射，带麻醉成功后剪断动脉快速放血处死。
3.解剖尸体，止血钳夹住气管后取出心肺，然后将心脏分离（注意不要损伤肺组织），将表面血迹用滤纸擦去后准确称重，肉眼观察肺大体改变，剪开肺组织，注意观察有无泡沫样液体流出。
4.计算大鼠肺系数。肺系数计算公式：肺系数=肺重量（g）/体重（kg）。正常大鼠肺系数为4~8。 【注意事项】
1.解剖动物时，注意不要损伤肺表面和挤压肺组织，以防止水肿液流出，影响肺系数。 2.对照鼠处死方法只能采用快速放血法，其他处死方法均可引起肺水肿。 【思考题】
1.实验鼠发生肺水肿的机制是什么？ 2.实验鼠发生的呼吸变化发生机制是什么？